Механизмывозникновения огромного разнообразия клеточных типов и морфологических форм впроцессе развития высших организмов всегда интересовали биологов разныхспециальностей. В ранних опытах прошедшего тысячелетия по пересадке тканей отодних эмбрионов другим у многоклеточных организмов было показано, что ведущуюроль в регуляции развития животных играют межклеточные взаимодействия. Было сделанопредположение о том, что пути развития клеток регулируются секретируемымисигнальными молекулами, и взаимодействие эмбриональных закладок черездетерминацию и дифференцировку приводит к формообразовательному эффекту. Впоследние два десятилетия генетики и биохимики значительно продвинулись визучении процессов распространения информации в онтогенезе (Гилберт, 1995;Корочкин, 1999; Jonhston, Gallant, 2002).
Роль сигнальных систем в развитии организмов и ихсвойства
Хорошопоказано, что в развивающихся эмбрионах различных представителей позвоночных ибеспозвоночных животных межклеточные взаимодействия координируются наборомсигнальных путей. Большую часть межклеточных сигналов передает небольшое числов разной степени изученных основных сигнальных каскадов генов, связанных сактивностью определенных сигнальных молекул (лигандов, рецепторов и др.) иполучивших соответствующие обозначения (Mumm, Kopan, 2000; Тарчевский, 2002;Серов, 2003; Pires-daSilva, 2003). Среди них сигнальные пути Hh (Hedgehog) (Ingham,McMahon, 2001); Wnt (wingless) (Cadigan, Nusse, 1997); Notch (Mumm, Kopan,2000); ростовых факторов: TGF-? (Massague, Chen, 2000), EGFR (Freeman, 2002),RTK (Шемарова, 2003), JAK/STAT (Luo, Dearolf, 2001); ядерных рецепторовгормонов (Glass, Rosenfeld, 2002). Прототипы разных многокомпонентныхсигнальных систем с высокой степенью гомологии молекулярных механизмов передачисигнала можно найти уже у прокариот и низших эукариот. При переходе кмногоклеточным эукариотам сигнальные белки претерпевают структурные изменения,образуют белковые комплексы; повышается эффективность сигнальной трансдукции(Шемарова, 2003; Шпаков и др., 2003).
Несмотряна разные конечные результаты детерминации и дифференцировки в онтогенезебеспозвоночных и позвоночных, наблюдается консерватизм в развертывании одного итого же сигнального каскада у разных живых организмов. В геномах разных видовгены, контролирующие развитие, эволюционно консервативны и имеют сходныефункции. Например, сигнальная система Hh, в которой секретируемыми лигандамиявляются белки семейства Hedgehog, обнаружена у человека, мыши, курицы,лягушки, рыбы, морского ежа, пиявки и насекомых (Ingham, McMahon, 2001).Wnt-путь также широко распространен среди животных. Белки Wnt составляют одноиз наибольших семейств сигнальных молекул у человека, мыши, лягушки,Caenorhabditis elegans, дрозофилы (Cadigan, Nusse, 1997; Baonza, Freeman,2002).
Нарядус жестким консерватизмом генные сигнальные системы обладают высокой степеньюгибкости в ответах на межклеточные сигналы. Каждая из них неоднократновключается в разных тканях в течение развития индивидуумов, регулируяпространственное и временное разделение экспрессии генов, определяющихразличные судьбы клеток. Так, белки семейства Hh считаются участникамиклеточной детерминации и дифференцировки, деления клеток, посредниками многихосновных процессов эмбрионального роста и развития. У позвоночных развитиетолько небольшого числа морфологических отделов тела не подвержено влияниюHh-сигнала (Ingham, McMahon, 2001). У дрозофилы Hh-белки экспрессируются вклетках заднего отдела каждого имагинального диска. Им принадлежит центральнаяроль в эмбриональном развитии крыла, глаза, конечностей, гонад, брюшка, кишкии трахеи (Mohler, Vani, 1992; Zhang, Kalderon, 2000; Glazer, Shilo, 2001). В тоже время члены семейства белков Wnt участвуют в разных процессах развития. Удрозофилы они необходимы для организации центральной нервной системы,детерминации области крылового и глазного примордиев, ограничения размераглазной области в диске, инициации границы между глазными и прилежащимиструктурами головы, специализации клеток глаза и кутикулы головы (Ng et al.,1996).
Передачасигналов может идти по короткой или длинной цепи через активацию другогокаскада, быть прямой или непрямой. Примером короткого каскада может являтьсяSTAT-путь. Здесь после агрегации рецепторов факторов роста ассоциированные сними JAK-протеинкиназы активируются путем трансфосфорилирования. АктивированныеJAK-киназы прямо активируют транскрипционные факторы, STAT-белки,локализованные в цитоплазме (Шемарова, 2003). В эмбриональной эктодермедрозофилы сигнал Hh тоже передается на короткое расстояние и ограничиваетсявоздействием на близлежащие клетки. На границе каждого сегмента эмбриона белокНh секретируется узкой полосой клеток и выступает в роли морфогена,детерминирующего позиционную информацию в сегментах. В одной части соседнихклеток поддерживается транскрипция гена wingless (wg), в другой – подавляетсяэкспрессия гена Serrate (Ser) (Mohler, Vani, 1992; Hatini, DiNardo, 2001).
Примеромразветвленного сложного пути может являться Ras/MAP-киназный каскад.Активаторами каскада являются способные к автофосфорилированию регуляторныекиназы. Полифункциональный фермент МАР-киназа фосфорилирует и активируетцитоплазматические, мембранные и ядерные белки, превращая последние в факторытранскрипции (Шемарова, 2003). В имагинальном диске крыла дрозофилы позиционнаядетерминация возникает в результате длинноразмерного эффекта лиганда Hh.Секретируемый клетками заднего компартмента Hh распространяется через несколькоклеточных рядов в передние компартменты, формируя градиент концентраций. В этомконтексте Hh активирует разные гены-мишени по типу дозовой зависимости нетолько в близлежащих клетках. Клетки в зависимости от положения вморфогенетическом градиенте и интенсивности сигналов по-разному отвечают наприсутствие Hh: они, включая разные программы дифференцировки, активируют илирепрессируют разные комбинации генов и формируют разные типы клеток (Vervoort,2000). У лягушки, рыбы, курицы и мыши белок Shh, родственный Hh, такжепроизводит действие на значительной дистанции от места его секреции. Формируяградиент концентрации в вентральной части нейтральной трубки или зачаткахконечностей сквозь десятки клеточных диаметров, Shh активирует или репрессируетразные группы регуляторов транскрипции, определяет направление дифференцировкиклеток или образование передне-задней полярности (Zeng et al., 2001). Вразвивающемся эмбрионе белки Wg также могут действовать в пределах короткой идлинной дистанции, распространяясь в разных тканях на расстояние несколькихдиаметров клеток от места синтеза. Паттерн экспрессии генов в клетках,отвечающих на сигнал, зависит от концентрации Wg (Neumann, Cohen, 1997).
Результатысигнальной индукции существенно зависят от взаимодействия между каскадами.Разные сигнальные системы связываются между собой через боковые передающиецепочки, возникающие на многих ступенях трансдукции, активируя друг другапромежуточными продуктами. На сегодняшний день известно немало фактов взаимноговлияния сигнальных путей. Так, у дрозофилы во время развития крылавзаимодействуют Hh-, Dpp- и EGFR-каскады (Crozatier et al., 2002), вспециализации клеток ног участвуют RAS/MAPK- и EGFR-пути (Alamo et al., 2002),с развитием почечных канальцев связаны сигнальные системы EGFR и Wg (Sudarsanet al., 2002). Пока нет ясного понимания конкретных молекулярных механизмовэтих взаимодействий. Однако возможность возникновения сети сигнальных путейможет определяться некоторыми свойствами передающих сигналы белков. Так, одни ите же лиганды способны связываться с разными рецепторами и активироватьальтернативные пути развития клеток. Такие неоднозначные действия могут бытьследствием альтернативного сплайсинга транскриптов соответствующих генов иобразования множества независимых изоформ лигандов и рецепторов с измененнымивнеклеточными доменами (Missler, Sudhof, 1998). В свою очередь, один и тот жерецептор в разных тканях может активировать разные внутриклеточные передатчики.В регуляции экспрессии генов-мишеней могут одновременно участвовать несколькосигнальных путей, образуя общий сигнальный белок или действуя совместно наразные модули энхансеров генов, причем одинаковые сигналы могут вызывать разныепаттерны экспрессии. Активная конформация транскрипционных факторов можетформироваться одновременно протеинкиназами из разных сигнальных систем.Наконец, специфичность ответа может зависеть от компартментализации сигнала наклеточной поверхности (Тарчевский, 2000; Millor, Altaba, 2002; Pires-daSilva,2003).
Структурно-функциональные элементы сигнального пути
Общимв деятельности сигнальных каскадов, различающихся наборами генов ибиохимическими механизмами, является передача сигнала от клеточной поверхностив ядро, активация соответствующих генов-мишеней через регуляциюсигнал-зависимых транскрипционных факторов. Функции сигналов выполняют молекулылигандов – гормоны, факторы роста или морфогены, секретируемые посылающимиклетками в межклеточное пространство. Специфичность проведения сигнала зависитот компетентности воспринимающих клеток, от их способности распознаватьиндукцию определенными рецепторами. Белковые молекулы разных рецепторов состоятиз трех основных доменов: внешнего N-концевого, трансмембранного ицитоплазматического С-концевого. Рецепторы пронизывают мембраны воспринимающихклеток один или несколько раз, выступая с обеих сторон над ее поверхностью.Обычно активация сигнального пути начинается с прямого физического контактавнеклеточного домена лиганда, поступившего в межклеточный матрикс послепротеолизиса, с внешним участком трансмембранного рецептора на поверхностиклетки (Гилберт, 1995; Pires-daSilva, 2003). Известно, что у дрозофилысигнальными свойствами Hh и способностью удерживаться мембраной обладает
N-концевоймодифицированный холестеролом фрагмент Hh-Np белка. Рецептор для этой системыPatched (Ptc), принадлежащий к семье ростовых интегрированных с мембранойбелков и имеющий стерол-чувствительный домен, кодируется геном ptc (Ingham,2001). Рецепторы для секретируемой формы лигандов Wnt, трансмембранные белкиFrizzled (Fz) у дрозофилы, C. elegans, шпорцевой лягушки, мыши и человекакодируют гены fz. Белки этого семейства с характерными богатыми цистеиномвнеклеточными и трансмембранными доменами консервативны в большей части своейпоследовательности (Cadigan, Nusse, 1997).
Взаимодействиес лигандом меняет конформацию рецепторного белка, что делает его уязвимым длямногих протеолитических ферментов. Ферменты расщепляют молекулу рецептора ивнутренний домен освобождается от клеточной мембраны. Активизированнаявнутриклеточная часть рецептора поступает в цитоплазму и включается вмодификацию цитоплазматических переносчиков сигнала. Они в свою очередьактивируют транскрипционные факторы, регулирующие изменение экспрессиигенов-мишеней. Модификация конформации и активности рецептора и других молекул,передающих сигнал на разных ступенях каскадов, обычно происходит путемпротеолизиса, димеризации, олигомеризации, фосфорилирования, дефосфорилированияили других реакций (Тарчевский, 2002; Kheradmand, Werb, 2002). Фосфорилированиепо остаткам серина, треонина и тирозина – наиболее частая посттрансляционнаямодификация сигнальных белков. У млекопитающих изменение тирозинкиназнойактивности белков сигнальных каскадов факторов роста (фибробластов – FGF,тромбоцитов – PDGF, эпидермального фактора роста – EGF) играет важную роль виндукции дифференцировки, пролиферации, роста разных типов клеток.Фосфорилирование катализируется ретровирусными протеинтирозинкиназами илитирозинкиназами, часто ассоциированными с С-концевыми цитоплазматическимидоменами рецепторов факторов роста (RTK). Активированная RTK фосфорилируетдругие участники проведения сигнала, в том числе и транскрипционные факторыSTAT и ГТФазы Ras, так называемые G-белки (Шемарова, 2003).
Рассмотримморфогенетические свойства, генетическую структуру, ход передачи сигнала наконкретном примере Notch-передающего каскада у дрозофилы.
Участие Notch в онтогенезе дрозофилы
Механизмыпередачи сигнала каскадом Notch в животном мире универсальны, ему присущи всехарактерные свойства сигнальных систем. Белок Notch, который служит рецепторомдля Notch-сигнального пути, выделен как у беспозвоночных, так и позвоночных:дрозофилы, нематоды, лягушки, рыб, грызунов, человека. Путь Notch черезлатеральное ингибирование или индукцию участвует фактически во всех клеточныхконтактах у животных и наиболее изучен у Drosophila melanogaster. Подобнодругим передающим каскадам, он определяет судьбу дифференцирующихся клеток вразное время и в разных зачатках развивающегося организма (Artavanis-Tsakonaset al., 1995; Portin, 2002; Вайсман и др., 2002). В эмбрионах дрозофилы в ходеморфогенеза центральной нервной системы (ЦНС) и сенсорных щетинок сигнальныйкаскад Notch служит для разделения нейрального и эпидермального зачатков внейродерме, передавая сигналы от презумптивных нервных клеток, запрещающиесоседним клеткам дифференцировку в нервную ткань. У Notch-мутантов с потерейфункции гена меняется структура и клеточный состав сенсорных щетинок, а такжеза счет уменьшения числа эпидермальных клеток увеличивается числоклеток-предшественниц нервной ткани, что приводит к эмбриональной летальности(Hartenstein et al., 1996; Корочкин, Михайлов, 2000).
Деятельностьпути Notch связана с локальными взаимодействиями между стереотипными клетками впроцессе формирования глаза. Уменьшение активности Notch приводит к выборудифференцирующимися клетками сетчатки не свойственного им пути развития иформированию неполноценных фоторецепторов, изменению числа и расположениясоставляющих элементов глаза и щетинок, гибели клеток (Cagan, Ready, 1989;Baonza, Freeman, 2001). Показано участие сигнального пути гена Notch вовзаимодействиях между соседствующими клетками из дорзального и вентральногоотделов крылового имагинального диска на стадии пролиферации, в формированиикрая крыла и ограничении числа клеток, дифференцирующихся в жилки крыла.Мутации с полной потерей функции гена приводят к полной потере ткани крыла(Diaz-Benjumea, Cohen, 1993). Notch-путь контролирует у дрозофилы развитиеполярных клеток в оогенезе. Редукция функции гена у мутантов Notch вызываетнарушения, вероятно, связанные с неправильной спецификацией фолликулярныхклеток и изменением их взаимодействия с развивающимся ооцитом, изменениемлокализации белков в ооците. Это вызывает морфологические отклонения вгермариуме и вителлариуме и снижение скорости кладки яиц (Ruohola et al., 1991;Xu et al., 1992). У дрозофилы путь Notch контролирует также развитиесегментированных придатков, ног и антенн. Локальная экспрессия Notch необходимадля роста ног и образования связок между сегментами, определения границыкомпартментов ног. Нарушение миогенеза с увеличением числаклеток-предшественниц и кластеров миобластов у мутантов Notch свидетельствуетоб участии этого пути в миогенезе (Rauskolb, 2001).
Гены Notch-сигнального пути у дрозофилы
Влокальных межклеточных взаимодействиях между незрелыми клетками Notch-путьконтролирует ответ на специфические сигналы во время развития и определяетсудьбу широкого спектра клеток в онтогенезе. На основании данных о генетическихи молекулярных взаимодействиях ряд генов у Drosophila melanogaster сопределенностью относят к кодирующим элементам Notch-сигнального пути: Delta(Dl, 3-66.2; 92А1-2), Serrate (Ser, 3-92.5; 97F1-F2), Notch (N, 1-3.0; 3C7),kuzbanian (kuz; 34C4-5) и Presenilin (PS; 77C1-7) – кодирующие, связанные смембраной белки; Hairless (H, 3-69.5; 92E14-92E14), Supressor of Hairless(Su(H), 2-50.5; 35B10) и Enhancer of split (E(spl), 3-89.1; 96F11-14) –контролирующие ядерные белки (Lindsley, Zimm, 1992).
Полученонемало данных о плейотропном действии, сходстве фенотипов или взаимном влияниимутаций генов сигнального пути и нормальных и мутантных аллелей Notch. Так, генDelta играет важную роль в процессе развития дрозофилы. У гетерозиготDrosophila melanogaster по мутации Dl возникают дефекты крыла, нарушаетсяпорядок расположения фасеток глаза, формируются дополнительные щетинки наголове, тораксе и брюшке. Гомозиготные по Dl эмбрионы гибнут в результатегиперплазии нервной системы, а в гомозиготных клонах крылового диска нарушаетсядифференцировка клеток. Экспрессия Dl зависит от дозы нормального аллеля Notch.Одно только увеличение дозы Notch у нормальных мух приводит к возникновениюDl-фенотипа. В свою очередь редукция активности Dl у температурочувствительныхмутантов на поздней второй и ранней третьей личиночной стадиях дает фенотипкрыльев, подобный фенотипу гетерозигот по нуль-аллелям N. Известны и другиепримеры генетических взаимодействий между Notch и Delta (Doherty et al., 1996;Lawrence et al., 2000; Губенко, 2001).
Плейотропноепроявление характерно для мутаций другого гена Notch-каскада, Serrate. Вгомозиготном состоянии мутанты Ser обычно гибнут на личиночной стадии из-засерьезных морфологических дефектов ЦНС, не развитых дыхалец, резко уменьшенногов размере крылового примордия. У редко выживающих взрослых гомозиготных мухвидны рудиментарные крылья и полностью редуцированные гальтеры, уменьшенные игрубые за счет снижения числа и порядка расположения омматидиев глаза.Возникновение Ser-гомозиготных клонов в имагинальном крыловом дискесопровождается появлением протяженных вырезок в разных районах крыла у взрослыхмух (Speicher et al., 1994). Serrate и Notch оказывают влияние нафенотипическое проявление друг друга. Например, одна доза доминантной мутацииSer D вызывает у взрослых мух вырезки крыльев, напоминающиефенотип notchoid (nd), рецессивного аллеля локуса Notch. У самцов генотипаnd/Y; Ser D/+ мутантный фенотип усиливается, исчезают переднийи задний края крыла и ткань дистальной части пластины крыла. Дополнительнаякопия аллеля дикого типа Notch нормализует фенотип у мух Ser D(Fleming et al., 1990).
Ещеодин участник Notch-пути с плейотропным действием, локус Hairless, задействованв развитии центральной и периферической нервной системы, крыльев и глаз.Уменьшение функции Hairless вызывает формирование дефектных макрохет или полнуюих редукцию, укорочение жилок крыла, отсутствие щетинок на крыльях и междуомматидиями глаз. Повышенная экспрессия Hairless у трансгенных мух вызываетобразование дополнительных щетинок. Отмечено фенотипическое сходство междуHairless-мутациями с потерей функции и Notch-мутациями с повышенной функцией(Lyman et al., 1995). Supressor of Hairless получил свое название на основаниигенетического взаимодействия с Hairless. Фенотип, контролируемый H-аллелями,доминантно подавляется аллелями с потерей функции и усиливается дупликациямиили аллелями с повышенной функцией локуса Su(H). Мутации Su(H) с повышеннойфункцией вызывают нарушения глаз, характерные для faсet (fa), рецессивногоаллеля локуса Notch, и появление вырезок на крыльях, как у гетерозигот N ts1/fa g2при температуре развития 23 °С. Такие Su(H)-аллели модифицируют фенотип ndи Ax, увеличивая вырезки и укорачивая жилки на крыльях. Делеция Su(H) подавляетобразование утолщений жилок крыла у самок, мутантных по Delta, и гемизиготныхпо deltex самцов. Усиленная функция Su(H) вызывает сильную редукцию крыла усамцов deltex (Fortiny, Artavanis-Tsakonas, 1994).
Мутациив кластере генов комплекса Enhancer of split (E(spl)), подобно Notch, вызываютгиперплазию ЦНС и затрагивают развитие периферической нервной системы, крыльев.В области мутантных клонов, дефицитных по 7 генам комплекса, на тораксе щетинкии волоски образуются с большей плотностью и часто с измененной морфологией, ана крыльях наблюдается утолщение жилок (Heitzler et al., 1996). Ген m8 из этогокомплекса получил наименование E(spl) на основании его взаимодействия смутацией split (spl), расположенной в локусе Notch. У самцов, гемизиготных поspl, в присутствии аллеля E(spl)D с повышенной функцией сильноуменьшается число фасеток глаза и нарушается порядок их расположения. МутацииDl подавляют взаимодействие между spl и E(spl)D, что сопровождаетсяреверсией к фенотипу, характерному для spl. Обнаружено взаимодействие Delta иNotch с аллелями E(spl), которые обусловлены протяженными делециями,приводящими к понижению жизнеспособности мух (Shepard et al., 1989).
Возможнаяпринадлежность гена kuzbanian с плейотропным действием к компонентамNotch-сигнального пути установлена сравнительно недавно. Мутации kuz могутвызывать личиночно-куколочную летальность, сопровождаемую деффектами иуменьшением в размере имагинальных дисков, особенно их крыловой области. У взрослыхмух kuz резко уменьшаются крылья и грудь, сливаются тарзальные сегменты ног,нарушаются паттерн и форма сенсорных органов, формируются большие грубые глаза.Ген kuz взаимодействует со многими генами Notch-пути. В гетерозиготе с мутациейkuz наблюдается усиление фенотипа мутаций N и Ser, связанных с вырезками покраю крыла. В мутантных дисках kuz не обнаруживается экспрессия гена E(spl)m8.Наоборот, суперэкспрессия E(spl)m8 нормализует фенотип в генотипе с kuz.Зависимый от температуры HS-N int-трансген, экспрессирующиймолекулу белка без внеклеточного домена, в компаунде с мутацией kuz нормализуетфенотип (Rooke et al., 1996; Sotillos et al., 1997; Lieber et al., 2002). Умух, трансгенных по температурочувствительному аллелю kuz DH,на крыльях небольшие вырезки, продольные жилки утолщены, уменьшенные и грубыеглаза, дополнительные щетинки на тораксе. Дупликация по локусу Delta полностьюподавляет мутантный фенотип kuz DH.
Активноисследуемый в последние годы ген Presenilin также причисляют к участникам Notch-пути.Эмбрионы, гомозиготные по нуль-аллелю PS–, идентичны эмбрионамгенотипа Notch–. У них нарушается дифференцировка нейроэктодермы исенсорных щетинок крыла, и в пронейральных кластерах вместо одного нейробластаобразуется их группа. Личинки гибнут из-за гиперплазии нервной системы иотсутствия дорзальной и вентральной кутикулы. Мутантные крыловые отделыимагинальных дисков уменьшены в размере, маргинальные структуры не формируются.Из химерных крыловых имагинальных дисков, несущих PS–-клеточные клоны,развиваются крылья с вырезками и утолщенными жилками (Ye et al., 1999; Struhl,Greenwald, 2001).
Известнонесколько десятков генов, взаимодействующих с Notch и другими генамиNotch-сигнального пути во время развития разных органов мухи (Portin, 2002). Списокгенов, имеющих отношение к Notch-пути, все время расширяется. Однако сетьвзаимоотношений очень сложна, и решение вопроса о принадлежности генов кNotch-пути или иной цепи передачи информации – задача не из легких. Так, толькочасть авторов на основании данных о генетическом взаимодействии Notch и delta исходстве мутантных фенотипов относят к Notch-сигнальному пути ген deltex.
Данныео связывании белка Dx с анкириновыми повторами Notch позволяют считать, чтоэтот белок конкурирует с Su(H) (Diederich et al., 1994; Matsuno et al., 2002).К кандидатам на участие в Noch-пути относят ген fringe, продукт котороговзаимодействует с внеклеточным доменом рецептора Notch и изменяет егоспособность связываться с лигандами (Ju et al., 2000). Возможно, после накоплениядостаточного количества данных к этому пути будут причислены и другие гены.
Передача сигнала белками Notch-каскада
Несмотряна огромный поток экспериментальных данных, некоторая ясность достигнута впонимании лишь отдельных звеньев Notch-сигнального пути. В последнеедесятилетие предприняты шаги к объединению в единую систему полученныхразрозненных фактов, но предлагаемые разными авторами модели могут в чем-то несовпадать. Наиболее полно Notch-путь, суть которого состоит в проведениисигнала с поверхности клетки в ядро, изучен во время эмбрионального нейрогенезаи формирования внешних сенсорных органов мухи. Согласно популярной обобщеннойсхеме, последовательность событий процесса латерального ингибирования нанейрогенном сигнальном пути начинается с генерации коротких ингибирующихсигналов клетками-предшественницами нейронов (рис. 1). Сигналы поступают вмежклеточное пространство в виде секретируемых молекул лигандов Delta, которыевоспринимаются близлежащими окружающими клетками. На клеточной поверхностивоспринимающих сигнал и экспрессирующих рецептор клеток происходитвзаимодействие внеклеточного домена лиганда Delta и трансмембранногорецепторного белка Notch. Белок рецептора состоит из трех доменов:внеклеточного, связывающегося с лигандом и подавляющего активность в отсутствиелиганда, внутримембранного и внутриклеточного, способного передавать сигнал кгенам-мишеням. Молекула рецептора с измененной вследствие контакта с лигандомконформацией, подвергается расщеплению протеазами Kusbanian и Presenilin и,таким образом, отделению и активации его внутриклеточной части. Внутриклеточныйдомен Notch транспортируется в ядро и вместе с белком Suppressor of Hairlessобразует транскрипционный фактор, активирующий гены-мишени Enhancer of splitcomplex. Накопление в отвечающей на сигнал клетке репрессорных белков E(SPL) –последняя ступень каскада Notch, на которой происходит подавлениедифференцировки клеток по нейральному пути (Mumm, Kopan, 2000; Portin, 2002).
Нейрогенезначинается в пронейральных кластерах вентральной нейроэктодермы ипроцефалической области эмбриона. Обычно только 1 из 16 клеток каждого кластерапревращается в нервную, остальные приобретают эпидермальный статус. Каждаяклетка пронейрального кластера эктодермы экспрессирует ген achaеte-scute иимеет потенцию развития по нейральному пути. Каждая клетка кластера такжесинтезирует рецептор Notch и лиганд Delta и способна ингибировать и бытьингибируемой. Физиологические флюктуации концентраций этих белков внутри клетокусиливаются по цепи обратной связи, и клетки с высокой активностью Deltaокружаются клетками с высокой активностью Notch. Молекулы белка Delta образуютгомо- и гетеротипические связи на поверхности клеток и конкурентновзаимодействуют с Notch. Связывание с Delta меняет конформацию Notch, делаетего субстратом для протеаз и инициирует взаимодействие с другими белками(Heitzler et al., 1996).
Благодарявысокой степени сходства, известные рецепторы Noch-каскадов у C. elegans,дрозофилы, мыши, человека объединяют в семейство LIN 12/ Notch белков.Согласно данным секвенирования, ген Notch у Drosophila melanogaster кодируетбелок, состоящий примерно из 3 000 аминокислот. Этот белок включаетаминотерминальный гидрофобный лидер внеклеточного домена, богатый аргинином,характерный для сигнальных пептидов других белков, ассоциирующихся с мембраной.Еще более гидрофобная последовательность внутримембранной части белка,окруженная в определенном порядке гидрофильными остатками, тоже характерна длятрансмембранных доменов известных, связывающихся с мембраной белков.Иммуноцитохимические методы анализа с использованием антител к разным частямбелка в большинстве клеток выявляют Notch как долгоживущий, интегрированный смембраной белок (Kidd et al., 1983; Wharton et al., 1985).
/>
Рис. 1. Основные элементы Notch сигнального пути (По: Mumm, Kopan, 2000).
/>
Рис. 2. Повторяющиеся мотивы в структуре Notch белка и сайтыего взаимодействия с другими белками (По: Arias, 2002).
Отличительнаячерта белка рецептора Notch – наличие трех мотивов повторяющихсяпоследовательностей аминокислот. Два из них обнаружены во внеклеточном доменерецептора (рис. 2). Вслед за сигнальным пептидом располагается тандемный рядповторенной 36 раз консервативной последовательности, напоминающейэпидермальный ростовой фактор млекопитающих (EGFL-повторы). Сразу за ним идетвторой тандемный ряд из трех других богатых цистеином последовательностей,названных lin12/Notch-повторами. Биохимическими методами показано, чтоEGFL-повторы всегда располагаются на поверхности клетки, как и в другихсвязывающихся с мембраной белках, и служат сайтами связывания с молекуламилигандов (Warton et al., 1985).
Внутриклеточнаячасть белка содержит 6 последовательных повторов мотива cdc10 (анкириновыеповторы), который есть в последовательности цитоскелетного белка анкирина и впродукте гена cdc10 дрожжей. В районе между аминокислотами 2185 и 2300 выявленытри последовательности, напоминающие сайты связывания с фосфатами нуклеотидов удругих известных белков. Далее район между 2637 и 2567 аминокислотами состоитиз 30 глютаминовых остатков opa-повтора (strep-район). За ним следуетС-терминальная последовательность PEST. Считается, что последовательности opa иPEST важны для регуляции стабильности белка (Warton et al., 1985).
Предполагается,что белок Notch – это димер, в котором цистеины внеклеточных EGFL-повторовобразуют внутри- и межмолекулярные дисульфидные мостики, как в других подобныхбелках. Мутации в некоторых EGFL-повторах могут нарушать взаимодействие междуполипептидными цепями Notch (Kheradmand, Werb, 2002).
Вэкспериментах с антителами к белку Notch показано, что он экспрессируется вовремя всего процесса развития в группах дифференцирующихся клеток: во времяэмбриогенеза, начиная с бластулы, и далее в делящихся популяциях клеток настадиях личинки, куколки и в половых клетках взрослой мухи. В вентральнойнейрогенной области эктодермы эмбриона Notch сначала экспрессируется интенсивнои однородно, этим белком метятся предшественники нейробластов иэпидермобластов. Затем экспрессия становится дифференциальной, эпидермобластыпоказывают более высокий уровень содержания белка (Kidd et al., 1989;Artavanis-Tsakonas et al., 1995).
Внутриклеточнаячасть Notch-белка после удаления внеклеточного домена обладает нерегулируемойтрансдуктивной активностью и локализуется преимущественно в ядре, в отличие отбелка дикого типа, экспрессия которого наблюдается преимущественно наповерхности клеток. Экспрессия такой формы Notch в эмбрионах на стадии развитияЦНС и в имагинальных дисках во время формирования сенсорных органов, подобномутациям с повышенной функцией, подавляет детерминацию нейробластов, и всенейроэктодермальные клетки превращаются в эпидермальные (Struhl, Adachi, 1998).Трансформанты, несущие делеции EGFL-повторов или всей внеклеточной части, пофенотипу также напоминают мутации Notch с повышенной функцией. Делеции всейвнутриклеточной области Notch-белка дают фенотип, характерный для нуль-мутаций– грубые глаза, потерю микрохет на тораксе, вырезки на крыльях (Rebay et al.,1993).
Достаточнохорошо изучен трансмембранный белок лиганда Delta. Он тоже обнаруживается вразных тканях эмбриона, в том числе во всех клетках пронейральных кластеров,крыловом диске. В нем выделяют N-сигнальный терминальный участок, необходимыйдля транспорта через мембрану, большой внеклеточный домен с девятью повторамиEGF-подобного фактора и относительно короткий внутриклеточный домен. В культурешнейдеровских клеток (S2) методом иммунофлюоресцентного специфического квнеклеточному домену белка окрашивания показана локализация Delta на клеточнойповерхности. На поверхности клеток S2 после одновременной трансфекцииконструкциями, включающими оба гена, Notch и Delta, наблюдается сходство враспределении Delta и Notch. Коиммунопреципитация к белковым экстрактам изтаких S2 клеток и клеток эмбрионов показывает, что Notch и Delta образуютпрочный межмолекулярный комплекс. Все это верно не только в случае экспрессии вклетках полной последовательности, но и в случае экспрессии части Notch с почтиполностью удаленным внутриклеточным доменом (Doherty et al., 1996). Полученныеданные о структуре и клеточной локализации Notch и Delta, их взаимодействии invitro, функциональных особенностях разных доменов белков дают основания дляпостроения схемы взаимодействий компонентов каскада и понимания механизмовпередачи сигнала с поверхности клетки в ядро.
Белоклиганда Serrate играет сходную, но комплементарную роль с Delta в крыловомдиске. Они действуют как компартмент-специфические лиганды на дорзовентральнойгранице во время роста крыловой пластины и формирования края крыла: Serrate – вдорзальном, а Delta – в вентральном отделах связывают одни и те же EGFL-повторыNotch. Структура последовательности белка лиганда Ser обнаруживает большоесходство с Dl, имея сигнальный пептид, 14 повторов EGF-подобного фактора в еевнеклеточном районе, внутримембранный домен и совсем маленькую внутриклеточнуючасть. Экспрессия трансмембранного белка Ser обнаруживается в области формированиякрая крыла в имагинальном диске (Fleming et al., 1990). Показано, что клеткиS2, экспрессирующие Ser, образуют агрегаты с клетками, экспрессирующими Notch(Speicher et al., 1994). В обобщенных для разных животных схемах пути Notchсходные по структуре и функции белки Delta и Serrate у Drosophila melanogasterи Lag2 у C. elegans объединяют в одно семейство DSL трансмембранных лигандов.
Усилиямимногих исследовательских групп за последнее десятилетие показано, что подвоздействием связывания с лигандами изменяется конформация белка рецептораNotch, и он становится субстратом для различных протеаз. Металлопротеазы изсемейства ADAM расщепляют рецептор во внеклеточном домене, оставляя в егомолекуле 11–12 аминокислот от внеклеточного домена. Внутриклеточный домен послеэтого остается прикрепленным к клеточной мембране. Относительно недавние данныепозволяют связывать такое расщепление рецептора Notch у Drosophila melanogasterс металлопротеазой Kuzbanian (Lieber et al., 2002). Есть и другие мнения о ролив цепи передачи Notch-сигнала трансмембранного белка Kuzbanian. Одни считаютвероятным его участие в протеолизисе внеклеточной части Notch-белка на стадияхсозревания рецептора и продвижения его к клеточной мембране, необходимых длявзаимодействия Notch-рецептора с лигандами. Образующийся после этогопосредством дисульфидных мостиков димер Notch теряет внутреннюю частьEGF-повторов во внеклеточном домене (Pan, Rubin, 1997). Другие предполагают,что Kuz на поверхности секретирующих клеток участвует в процессинге Delta,свобождающем его внеклеточный домен для связывания с Notch (Qi et al., 1999).Характер генетических взаимодействий kuz и N, Ser, E(spl)m8 и H, позволилпредположить, что трансмембранный Kuz участвует в цепи передачи Notch-сигналана стадии, предшествующей Su(H). Kuz экспрессируется в эмбриональнойнейроэктодерме и личиночном глазном имагинальном диске.
Наследующем этапе процессинга рецептора наблюдается расщепление вовнутримембранном домене белка или в непосредственной близости от мембраны. Наосновании полученных на сегодняшний день данных лучшим кандидатом на участие вэтом внутримембранном расщеплении считается фермент Presenilin (PS). Известно,что белки PS и Notch физически ассоциируют между собой и образуют комплекс вклеточной мембране (Ray et al., 1999). Иммуноокрашивание PS– инормальных глазных дисков показывает, что субклеточная локализация ираспределение Notch и Delta y них примерно одинаковы. В то время как уровеньNotch-белка и его локализация в клеточной мембране у PS–-эмбрионовне отличается от дикого типа, транспорт внутриклеточной части Notch в ядрозависит от генотипа по PS. Использование конструкций с сигнальными генамипоказало, что активированная форма Nint, в которой делетированывнеклеточная и трансмембранная части белка, достигает ядер в отсутствиеактивности PS. Белок NEGF, в котором удален только внеклеточныйрайон, не накапливается в ядрах PS–-эмбрионов (Ye et al., 1999;Mumm, Kopan, 2000; Struhl, Greenwald, 2001). В результате контролируемогоферментом PS протеолизиса в районе внутримембранного домена внутриклеточнаячасть белка Notch освобождается от мембраны и приобретает способностьпередвигаться и доставлять сигнал в ядро (Struhl, Adashi, 1998; Mumm, Kopan,2000). В свою очередь, экстраклеточный домен белка Notch подвергаетсятранс-эндоцитозу в клетках, экспрессирующих лиганд (Parks et al., 2000).
Активированныйвнутриклеточный домен белка рецептора Notch при участии анкириновых сdc10повторов связывается с регуляторами транскрипции группы CSL (CBF1, Su(H),Lag-1), к которым относится Su(H) у Drosophila melanogaster. Белок Su(H) вкультуре клеток S2, несущих конструкцию с полноразмерной копией Su(H),локализуется преимущественно в ядре. После одновременной трансфекции в S2полноразмерных копий генов Su(H) и Notch белки Su(H) и Notch обнаруживаются вцитоплазме с одинаковой вариацией их относительных уровней в различных частяхклетки. В случае когда трансфекция выполнена с использованиемпоследовательности Notch-локуса, делетированной по сdc10-району, колокализациябелков не наблюдается и Su(H) первоначально концентрируется в ядре. В системетрансформированных дрожжей полноразмерный белок Su(H) ассоциируется свнутриклеточным сегментом Notch, если только он содержит все 6 cdc10-повторов.В смешанной S2 культуре, когда клетки, экспрессирующие Su(H) и Notch,агрегируют с клетками, экспрессирующими Dl, цитоплазматическая локализацияSu(H) и Notch меняется на ядерную
Вотсутствие активности внутриклеточного домена Notch белок Su(H) в агрегате скомплексами корепрессоров выступает в роли репрессора транскрипции генов. Notchдействует как антагонист этого объединения. Связываясь в цитоплазме или ядре скорепрессорами и с Su(H), Notch вызывает каскад взаимодействий Su(H) с рядомдругих белков и переключение Su(H) на роль активатора транскрипции (Mumm,Kopan, 2000).
Вядре Su(H) запускает гены-мишени комплекса E(spl), белки которых вместе спродуктами генов-мишеней Notch-пути у разных животных объединены в класс HES(от Hairy и E(spl)). В опытах с последовательностями Su(H) разной длиныопределена примерная протяженность области белка, необходимая для связывания сДНК. Способность Su(H) распознавать сайт связывания ДНК теряется послеобразования белок-белкового комплекса Н-Su(H). Обнаружен участок Su(H) дляпрямого взаимо-действия с Н in vitro. Увеличение in vitro концентрации Нкоррелирует с ослаблением связывания между Su(H) и ДНК, когда их количество неменяется (Brou et al., 1994; Barolo et al., 2002).
Белки7 нейрогенов комплекса E(spl) содержат bHLH-мотивы, способные к образованиюгомо- и гетеродимеров и к связыванию со специфическими последовательностямиДНК. Их относят к группе негативных регуляторов транскрипции. ТранскриптыE(spl) экспрессируются в определенной динамике в эмбриогенезе и на личиночных икуколочных стадиях. Нейрогенные локусы комплекса транскрибируются внейроэктодерме, в крыловом имагинальном диске в местах будущего формированиясенсорных органов, вблизи дорзовентральной границы крыла, в местах формированияжилок пластины крыла, во всей морфогенетической бороздке глазного диска, вяичниках взрослой самки (Knust et al., 1987). С потерей функции Notch или Deltaнарушается нормальная аккумуляция белков E(spl)bHLH в ядрах клеток вентральнойнейроэктодермы (Jennings et al., 1994).
Каскадсобытий Notch-сигнального пути завершается включением E(spl). В свою очередь,белки-репрессоры E(spl)bHLH предотвращают клетки в пронейральных кластерахэктодермы от развития по нейральному пути, ингибируя пронейральные геныachaete, scute, lethal of scute (Jennings et al., 1994; Heitzler et al., 1996).
Аналогичнодействию в нейрогенезе Notch-путь контролирует судьбу недифференцированныхбипотентных клеток-предшественниц в оогенезе. Напротив, во время развития крылаи глаза Notch-путь может выполнять не ингибирующую, а индуктивную функцию (Mumm,Kopan, 2000; Portin, 2002).
Взаимодействие Notch-пути с другими генами исигнальными каскадами (сеть сигнальных путей)
Плейотропноедействие Notch предполагает его взаимодействие с другими генами, модулирующимиего активность и не входящими в Notch-сигнальный путь. Данные генетическихэкспериментов на Drosophila melanogaster позволяют предполагать влияние геновwingless и Notch на функции друг друга. Недавние биохимические экспериментыдоказали наличие прямого физического контакта между Wingless и Notch, неприводящего к расщеплению молекулы Notch. Кроме того, Notch взаимодействует сDishevelled, участником Wg-каскада (Axelrod et al., 1996). Интересно, чтовнутриклеточный домен Notch может образовывать белковый комплекс не только сSu(H), но и с другими регуляторами транскрипции, такими, как ацетилазы гистонов(Klein et al., 2000).
Наблюдаемыевзаимодействия между генами и их белками, возможно, отражают взаимосвязь междуизвестными сигнальными путями, наличие сети сигнальных путей. Например,приобретение нейрального статуса предшественниками нейронов в глазномимагинальном диске происходит под контролем и при взаимодействии передающихкаскадов Hh и Notch. Белок Nоtch выступает в роли регулятора негативныхрепрессоров транскрипционного фактора Atonal, зависящего опосредованно отHh-пути через секретируемый белок Dpp из семейства TGFЯ (Baonza, Freeman,2001). Дифференцировка клеток-предшественниц сенсорных макрохет мезотораксасвязана с антагонистическими отношениями между EGFR- и Notch-сигнальными путями(Culi et al., 2001). Координированные взаимодействия систем, образующихсигнальную сеть, являются основой согласованной регуляции функционированиягенома живых организмов. Нарушение передачи сигнала на каком-либо этапеприводит к различным патологиям, из которых у позвоночных наиболее известнытакие, как болезнь Альцгеймера, заболевания различными типами рака и другие(Гилберт, 1995; Ray et al., 1999).
Список литературы
ВайсманН.Я., Захаров И.Л., Корочкин Л.И. Ген Notch и судьба плодовой мушки Drosophilamelanogaster // Успехи соврем. биологии. 2002. Т. 122, № 1. С. 95–108.
ГилбертС. Биология развития. М.: Мир, 1995. Т. 3. 352 с.
ГубенкоИ.С. Локус Delta в Notch сигнальной системе: организация и плейотропная функция// Цитология и генетика. 2001. Т. 35, № 4. С. 59–80.
КорочкинЛ.И. Введение в генетику развития. М.: Наука, 1999. 253 с.
КорочкинЛ.И., Михайлов А.Т. Введение в нейрогенетику. М.: Наука, 2000. 274 с.
СеровО.Л. Генный и хромосомный уровни контроля развития // Информ. вестник ВОГиС.2003. № 24/25. С. 2–8.
ТарчевскийИ.А. Сигнальные системы клеток растений. М.: Наука, 2002. 294 с.
ТарчевскийИ.А. Элиситор-индуцируемые сигнальные системы и их взаимодействие // Физиологиярастений. 2000. Т. 47, № 2. С. 321–331.
ШемароваИ.В. Роль фосфорилирования по тирозину в регуляции пролиферации и клеточнойдифференцировки у низших эукариот // Цитология. 2003. Т. 45, № 2. С. 196–215.
ШпаковА.О., Деркач К.В., Перцева М.Н. Гормональные сигнальные системы низших эукариот// Цитология. Т. 45 № 3… 223–234.
Alamo D., Terriente J., Diaz-Benjumea F.J. Spitz/EGFr signalling viathe Ras/MAPK pathway mediates the induction of bract cells in Drosophila legs// Development. 2002. V. 129. P. 1975–1982.
Arias A.M. New alleles of Notch drow a blueprint formultifunctionality // Trends in Genet. 2002. V. 18. P. 168–170.
Artavanis-Tsakonas S., Matsuno K., Fortiny M.E. Notch signalling //Science. 1995. V. 268. P. 225–232.
Axelrod J.D., Matsuno K., Artavanis-Tsakonas S., Perrimon N. Interectionbetween Wingless and Notch signaling pathways mediated by Dishevelled //Science. 1996. V. 271. P. 1826–1831.
Baonza A., Freeman M. Notch signalling and the initiation of neuraldevelopment in the Drosophila eye // Development. 2001. V. 128. P. 3889–3898.
Baonza A., Freeman M. Control of Drosophila eye specification byWingless signaling // Development. 2002. V. 129. P. 5313–5322.
Barolo S., Stone T., Bang A.G., Posakony J.W. Default repression andNotch signaling: Hairless acts as an adaptor to recruit the corepressorsGroucho and dCtBP to Suppressor of Hairless // Genes Dev. 2002. V. 15. P.1964–1976.
Brou C., Logeat F., Lecourtois M., Vandekerckhove J., Kourilsky Ph.,Schweisguth F., Israell A. Inhibition of the DNA-binding activity of DrosophilaSupressor of Hairless and of its human homolog, KBF2/RBP-J ?, by directprotein-protein interection with Drosophila Hairless // Genes Dev. 1994. V. 8.P. 2491–2503.
Cadigan K.M., Nusse R. Wnt signaling: a common theme in animaldevelopment // Genes Dev. 1997. V. 11. P. 3286–3305.
Cagan R.L., Ready D.F. Notch is required for successive celldecisions in the developing Drosophila retina // Genes Dev. 1989. V. 3. P.1099–1112.
Crozatier M., Glise B., Vincent A. Connecting Hh, Dpp and EGFsignalling in patterning of the Drosophila wing; the pivotal role ofcollier/knot in the AP organiser // Development. 2002. V. 129. P. 4261–4269.
Culi J., Martin-Blanco E., Modolell J. The EGF receptor and Nsignalling pathways act antagonistically in Drosophila mesothorax bristlepatterning // Development. 2001. V. 128. P. 299–308.
Diaz-Benjumea F.J., Cohen C.M. Interection between dorsal andventral cells in the imaginal disc directs wing development in Drosophila //Cell. 1993. V. 75. P. 741–752.
Diederich R.J., Matsuno K., Hing H., Artavanis-Tsakonas S. Cytosolicinterection between deltex and Notch ankyrin repeats implicates deltex in thesignalling pathway // Development. 1994. V. 120. P. 473–481.
Doherty D., Feger G., Younger-Shepherd S., Jan L.Y., Jan Y.N. Deltais a ventral to dorsal signal complementary to Serrate, another Notch ligand,in Drosophila wing formation // Genes Dev. 1996. V. 10. P. 421–434.
Fleming R.J., Scottgale T.N., Diederich R.G., Artavanis-Tsakonas S.The gene Serrate encodes a putative EGF-like transmembrane protein essentialfor proper ectodermal development in Drosophila melanogaster // Genes Dev.1990. V. 4. P. 2188–2201.
Fortiny M.E., Artavanis-Tsakonas S. The Supressor of Hairlessprotein participate in Notch receptor signaling // Cell. 1994. V. 79. P.273–282.
Freeman M. A fly's eye view of EGF receptor signaling // EMBO J.2002. V. 21. P. 6635–6642.
Glass Ch.K., Rosenfeld M.G. The coregulator exchange intranscriptional functions of nuclear receptors // Genes Dev. 2002. V. 14. P.121–141.
Glazer L., Shilo B. Hedgehog signaling patterns the trachealbranches // Development. 2001. V. 128. P. 1599–1606.
Hartenstein V., Tepass U., Gruszynski-de Feo E. Proneural andneurogenic genes control specification and morphogenesis of stomatogastricnerve cell precursors in Drosophila // Dev. Biol. 1996. V. 173. P. 213–227.
Hatini V., DiNardo S. Divide and conquer: pattern formation inDrosophila embryonic epidermis // Trends in Genet. 2001. V. 17. P. 574–579.
Heitzler P., Bourouis M., Ruel L., Carteret C., Simpson P. Genes ofthe Enhancer of split and achaete-scute complexes are required for a regulatoryloop between Notch and Delta during lateral signalling in Drosophila //Development. 1996. V. 122. P. 161–167.
Ingham P.W. Hedgehog signaling: a tale of two lipids // Science.2001. V. 294. P. 1879–1881.
Ingham P.W., McMahon A.P. Hedgehog signaling in animal development:paradigms and principles // Genes Dev. 2001. V. 15. P. 3059–3087.
Jennings B., Preiss A., Delidakis C., Bray S. The Notch signallingpathway is required for Enhancer of split bHLH protein expression duringneurogenesis in the Drosophila embryo // Development. 1994. V. 120. P.3537–3548.
Jonhston L.,A., Gallant P. Control of growth and organ size inDrosophila // BioEssays. 2002. V. 24. P. 54–64.
Ju B.G., Jeong S., Bae E., Hyun S., Carroll S.B., Yim J., Kim J.Fringe forms a complex with Notch // Nature. 2000. V. 405. P. 191–195.
Kheradmand F., Werb Z. Shedding light on sheddases: role in growthand development // BioEssays. 2002. V. 24. P. 8–12.
Kidd S., Lockett T.D., Young M.W. The Notch locus of Drosophilamelanogaster // Cell. 1983. V. 34. P. 421–433.
Kidd S., Baylies M.K., Gasic G.P., Young M.W. Structure anddistribution of the Notch protein in development Drosophila // Genes Dev. 1989.V. 3. P. 1113–1129.
Klein T., Seugnet L., Haenlin M., Arias A.M. Two differentactivities of Suppressor of Hairless during wing development in Drosophila //Development. 2000. V. 127. P. 3553–3566.
Knust E., Tietze K., Campos-Ortega J.A. Molecular analysis of theneurogenic locus Enhancer of split of Drosophila melanogaster // EMBO J. 1987.V. 6. P. 4113–4123.
Lawrence N., Klein T., Brennan K., Arias A.M. Structuralrequirements for Notch signalling with Delta and Serrate during the developmentand patterning of the wing disc of Drosophila // Development. 2000. V. 127. P.3185–3195.
Lieber T., Kidd S., Young M.W. Kuzbanian-mediated cleavage ofDrosophila Notch // Genes Dev. 2002. V. 16. P. 209–211.
Lindsley D.L., Zimm G.G. The genome of Drosophila melanogaster. NewYork: Academic Press, 1992.
Luo H., Dearolf C.R. The JAK/STAT pathway and Drosophila development// BioEssays. 2001. V. 23. P. 1138–1147.
Lyman B., Yedvobnik B. Drosophila Notch recepter activity supresses Hairlessfuncton during adult external sensory organ development // Genetics. 1995. V.141. P. 1491–1505.
Massague J., Chen Y. Controlling TGF-signaling // Genes Dev. 2000.V. 14. P. 627–644.
Matsuno K., Ito M., Hori K., Miyashita F., Suzuki S., Kishi N.,Artavanis-Tsakonas S., Okano H. Involvement of proline-rich motif and RING-H2finger of Deltex in the regulation of Notch signaling // Development. 2002. V.129. P. 1049–1059.
Millor J.L., Altaba A.R. Growth, hedgehog and the price of GAS //BioEssays. 2002. V. 24. P. 22–26.
Missler M., Sudhof T.S. Neurexins: three genes and 1001 products //TIG. 1998. V. 14. P. 20–26.
Mohler J., Vani K. Molecular organisation and embryonic expressionof the hedgehog gene involved in cell-cell communication in segmentalpatterning in Drosophila // Development. 1992. V. 115. P. 957–971.
Mumm J.S., Kopan R. Notch Signaling: аromthe Outside In // Dev. Biol. 2000. V. 228. P. 151–165.
Neumann C., Cohen S. Morphogens and pattern formation // BioEssays.1997. V. 19. P. 721–772.
Ng M., Diaz-Benjumea F.J., Vincent J.P., Wu J., Cohen S.M.Specification of the wing by localized expression of Wingless protein //Nature. 1996. V. 381. P. 316–318.
Pan D., Rubin G.M. Kuzbanian controls proteolytic processing ofNotch and mediates lateral inhibition during Drosophila and vertebrateneurogenesis // Cell. 1997. V. 90. P. 271–280.
Parks A.L., Klueg K.M., Stout J.R., Muskavitch M.A. Ligandendocytosis drives receptor dissociation and activation in the Notch pathway //Development. 2000. V. 127. P. 1373–1385.
Pires-daSilva A., Sommer R.J. The evolution of signaling pathways inanimal development // Nature Reviews, Genetics. 2003. V. 4. P. 39–49.
Portin P. General outlines of the molecular genetics of the Notchsignalling pathway in Drosophila melanogaster: a review // Hereditas. 2002. V.136. P. 89–96.
Qi H., Rand M.D., Wu X., Sestan N., Wang W., Rakic P., Xu T.,Artavanis-Tsakonas S. Processing of the Notch ligand Delta by themetalloprotease Kuzbanian // Science. 1999. V. 283. P. 91–94.
Ray W.J., Yao M., Nowotny P., Mummdagger J., ZhangDagger W.,WuDagger J.Y., Kopandagger R., Goate A.M. Evidence for a physical interactionbetween Presenilin and Notch // Proc. Natl Acad. Sci. 1999. V. 96. P.3263–3268.
Rauskolb C. The establishment of segmentation in the Drosophila leg// Development. 2001. V. 128. P. 4511–4521.
Rebay I., Fehon R., Artavanis-Tsakonas S. Specific truncations ofDrosophila Notch define dominant activated and dominant negative forms of thereceptor // Cell. 1993. V. 74. P. 319–329.
Rooke J., Pan D., Xu T., Rubin G.M. Kuz a conservedmetalloprotease-disintegrin protein with two roles in Drosophila neurogenesis// Science. 1996. V. 273. P. 1227–1231.
Ruohola H., Bremer K.A., Baker D., Swedlow J.R., Jan L.Y., Jan Y.N.Role of neurogenic genes in establishment of follicle cell fate and oocytepolarity during oogenesis in Drosophila // Cell. 1991. V. 66. P. 433–449.
Shepard S.B., Broverman S.A., Muskavitch M.A.T. A tripartiteinterection among of allele of Notch, Delta and Enhancer of split duringimaginal development of Drosophilа melanogaster//Genetics. 1989. V. 122. P. 429–438.
Sotillos S., Roch F., Campuzano S. The metalloprotease-desintegrinKusbanian perticipates in Notch activation during growth and partenning ofDrosophila imaginal discs // Development. 1997. V. 124. P. 4769–4779.
Speicher S.A., Thomas U., Knust U.H., Knust E. The Serrate locus ofDrosophila and its role in morphogenesis of the wing imaginal discs: control ofcell proliferation // Development. 1994. V. 120. P. 535–544.
Struhl G., Adachi A. Nuclear access and action of Notch in vivo //Cell. 1998. V. 93. P. 649–660.
Struhl G., Greenwald I. Presenilin mediated transmembrane cleavageis required for Notch signal transduction in Drosophila // Proc. Natl Acad.Sci. USA. 2001. V. 98. P. 229–234.
Sudarsan V., Pasalodos-Sanchez S., Wan S., Gampel A., Skaer H. A genetichierarchy establishes mitogenic signalling and mitotic competence in the renaltubules of Drosophila // Development. 2002. V. 129. P. 935–944.
Vervoort M. hedgehog and wing development in Drosophila: a morphogenat work? // BioEssays. 2000. V. 22. P. 460–468.
Warton K.A., Jahansen K.M., Xu T., Artavanis-Tsakonas S. Nucleotidesequence from the neurogenic locus Notch implies a gene product that shareshomology with protein containing EGF-like repeats // Cell. 1985. V. 43. P.567–581.
Xu T., Caron L.A., Fehon R.G., Artavanis-Tsakonas S. The involvementof the Notch locus in Drosophila oogenesis // Development. 1992. V. 115. P.913–922.
Zeng X., Goetz J., Suber L., Scott W.J., Schreiner C., Robbin D. Afreely diffusible form of Sonic hedgehog mediates long-range signaling //Nature. 2001. V. 411. P. 716–720.
Zhang Y., Kalderon D. Regulation of cell proliferation andpatterning in Drosophila oogenesis by Hedgehog signaling // Development. 2000.V. 127. P. 2165–2176.
Ye Y., Lukinova N., Fortiny M.E. Neurogenic phenotypes and alteredNotch processing in Drosophila presenilin mutants // Nature. 1999. V.398. P. 525–529.