адаптации высшего водного растения Gygrophila polysperma к влиянию освещения

Федеральное агентство по образованию (Рособразование) Ярославский государственный университет им. П.Г. Демидова Кафедра ботаники и микробиологии « Допустить к защите » Зав. кафедрой, к.б.н„ доцент H.B. Шеховцова 2006 г. КУРСОВАЯ РАБОТА Адаптационные особености водного растения

Gygrophila polysperma к влиянию освещености Руководитель: к.б.н доц. Ирбе И.К. 2006 г. Исполнитель: студент (ка)3-го курса Лобанов С.А. 2006 г. Ярославль 2006 СОДЕРЖАНИЕ Введение 1. Обзор литературы 1.1 Особенности Морфологии водной растительности 1.2 Пигментные системы растений 2.1 Хлорофилл 6 1.2.2

Каротиноиды 1.3 Особенности аквариумного культивирования растений 1.4 Свет 1.5 Действие света разной длины волны нарост и развитие растений 5.1 Морфогенетическая роль красного света 5.2 Морфогенетическая роль синего света 2. Материалы и методы исследования 2.1 Объект исследования 2.2 Используемые лампы 2.3 Закладка опыта 2.4 Методы исследования 20 2.4.1

Снятие морфометрических показателей 4.2 Определение содержания хлорофилла в листьях 4.3 Разделение пигментов методом бумажной хроматографии 3. Результаты и их обсуждение 3.1 Ростовая функция 3.2 Сырая масса и сухое вещество 3.3 Пигменты 27 Выводы 29 Приложения 30 Список Литературы 32 ВВЕДЕНИЕ В настоящее время все большей и большей популярностью пользуется

занятие аквариумистикой. Сейчас существует множество транснациональных корпораций (с представительством в России). Они занимаются производством и реализацией самых разных аквариумных комплектующих - от рыбьих кормов до целых аквариумов и мебели под них. Аквариумистика - это целая наука, образно говоря, экология в миниатюре. И чтобы создать хороший, близкий к естественному биоценозу, а, самое главное, устойчивый аквариум, аквариумист должен знать и разбираться во многих отраслях биологии: ихтиологии, ботанике и

зоологии, физиологии растений и животных и мн. др. Мы будем заниматься, конечно же, физиологией растений. И в этой работе попробуем разобраться в теоретических и практических основах выращивания высших водных растений в искусственных условиях. Вся трудность заключается в том, что аквариумные растения родом обычно из тропиков и им, соответственно, необходимо подобрать такие световые, температурные и тд. условия среды,

позволяющие им нормально существовать и у нас в аквариумах. Цель работы: Сравнить действие различных спектров света на рост и развитие растения Gigrophila polysperma Задачи: 1. Закладка опыта 2. Определить морфометрию растений по окончании опыта 3. Определить содержание зеленых пигментов в фотосинтетическом аппарате 4.

Сравнить ростовые и функциональные характеристики растений, выросших в различных световых условиях. 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ 1.1 ОСОБЕННОСТИ МОРФОЛОГИИ ВОДНОЙ РАСТИТЕЛЬНОСТИ Биология, внешний вид, анатомическое строение, физиологические функции высших водных растений, произрастающих в постоянных и временных водоёмах, на сырых и переувлажнённых почвах, носят глубокий отпечаток условий, в которых они находились многие миллионы лет.

В процессе эволюции данные растения сформировали ряд признаков, отличающих их от суходольных растений. Высшие водные растения занимают экологическую нишу, в которой не могут существовать другие высшие растения. В этих условиях формировались структуры и функции, обеспечивающие активную жизнидеятельность видов. Особенностью условий существования высших водных растений является постоянный избыток влаги. Наиболее ярко это выражено у полностью погруженных водных растений.

Вегетативные органы растений или большая их часть в процессе развития находятся в воде, что отразилось на анатомо-морфологических признаках и жизненных функциях растений, носящих приспособительный характер. Вегетативные органы высших водных растений, в отличие от суходольных, могут развиваться одновременно в разных условиях среды -в водной и воздушной. Само растение или его части, которые находятся в воде, как бы поддерживаются ею в связи с большей плотностью воды по сравнению с воздухом.

Данные условия способствовали ослаблению формирования механической ткани растений и усилению развития других тканей, например аэренхимы. Водные растения могут поглощать минеральные и органические вещества из воды корневой системой и вегетативными органами. Им присуще хорошее развитие органов погруженных в воду. За счет этого обеспечивается увеличение поверхности растений, контактирующей с водой.

Постоянное пребывание в воде содействовало ослаблению развития кутикулы и эпидермиса. Изменение анатомического и анатомического строения вегетативных органов высших водных растений в связи с условиями обитания позволило им сравнительно легко усваивать воду всей поверхностью. Это привело к редукции водопроводящих тканей - сосудов и трахеид. Устьица - это основные органы, которые регулируют главный процесс водообмена - транспирацию - у высших

водных растений развиты слабо. У растений с погруженными листьями устьица отсутствуют; у форм с плавающими листьями устьица имеются только на верхней части листа, обеспечивая процесс транспирации. Погруженные водные растения могут осуществлять развитие при недостатке света. Слабое проникновение света даже на сравнительно небольшой глубине обусловило у растений частичное или полное отсутствие дифференциации на губчатую или полисадную паренхиму, сказалось на биосинтезе основного

пигмента - хлорофилла в клетках эпидермиса. Такого рода изменения способствуют более полному и экономному использованию проникающего в воду света в фотосинтезе. У высших водных растений на формирование анатомо-морфологических признаков и физиологических функций повлиял и другой экологический фактор - температурный. Многие высшие водные растения для сохранения жизнеспособности зимуют в виде корневищ, клубней, молодых

побегов и специфичных зимних почек - турионов. Другие, опускаются для зимовки на дно водоёма, сменяя при этом нежные летние листья на более жесткие - зимние. У высших водных растений преобладает вегетативный тип размножения, наблюдается атрофирование зародыша и угнетение полового процесса, что является также приспособлением к температурным условиям, в основном к пониженным температурам. Действие пониженных температур сказывается на соотношении накопления отдельных

видов пигментов и способствует биосинтезу антоциана, который придает стеблям и листьям красно-фиолетовую окраску. В жизнедеятельности водных растений важная роль принадлежит слизи, образующейся в специальных клетках. Её значение неоднозначно: оно зависит от вида растения и условий его вегетации. Слизь может предохранять подводные части растений от выщелачивания солей. Также она способна препятствовать высыханию растений при резком падении уровня воды, защищать их от

поедания животными и пр. Высшие водные растения могут быть способны покрываться известковыми корочками. Это называется явлением инкрустации. Оно распространено в водоёмах с жёсткой, богатой известью водой. Инкрустация связана с фотосинтезирующей активностью растений. Водные растения в процессе фотосинтеза могут поглощать углерод свободной углекислоты и карбонатов. Таким образом, указанные анатомо-морфологические и физиологические особенности характерны в основном

для всех представителей высшей водной растительности. Но есть и определенные различия у отдельных представителей, вследствие чего каждый из них занимает своё определённое место в фитоценозе.[1] 1.2 ПИГМЕНТНЫЕ СИСТЕМЫ РАСТЕНИЙ 1.2.1 ХЛОРОФИЛЛ Хлорофилл - основной пигмент растений, отвечающий за фотосинтез. Находится он в мембранах тилакоидов хлоропластов.

Считается, что хлоропласты имеют симбиотическую бактериальную природу. В клетках растений они образуются из пропластид напрямую или из этиобластов. Все эти органеллы имеют относительно сходную структуру и способны взаимно превращаться друг в друга. Именно поэтому их можно считать родственными друг другу. Основным фотосинтезирующим органом является лист.

У водных растений он, как правило, имеет более упрощенную структуру по сравнению с наземными растениями. Так, например, у водных растений слабо развита механическая и проводящая системы листа, погруженные растения не имею устьиц, нет или слабо развита кутикула, отсутствует палисадная ткань, хлоропласты имеются даже в эпидермисе. [2] Из огромного числа самых различных пигментов только хлорофилл способен осуществлять преобразование энергии, все остальные пигменты (каротиноиды, фикобилины и т.д.) участвуют лишь процессах

поглощения и миграции ее, то есть играют вспомогательную роль. Хлорофилл же прекрасно приспособлен к поглощению, запасанию и миграции энергии. В химическом отношении - хлорофилл представляет собой соединение группы магнийпорфиринов. Ядро молекулы составляют четыре пирольных кольца, посередине которых находится атом магния, выполняющий функцию антенны. Порфириновые кольца соединены между собой метиновыми мостиками.

Таким образом, порфириновое ядро является так называемым хромофором, поглощающим энергию света. Магний (Mg) в растениях находится в молекуле хлорофилла (около 10% общего количества этого элемента в растениях), еще он находится в клеточном соке и протоплазме. Магний принимает участие р фотосинтезе, процессах дыхания и энергетического обмена, оказывает существенное влияние на деление клеток, синтез нуклеиновых кислот и нуклеопротеидов.

Заметна его роль в углеводном обмене, а также в синтезе белков, жиров и физиологически активных соединений (витамины А, С). Распределение этого элемента по органам растений неравномерно: в первую очередь он накапливается в репродуктивных органах и, в частности, в зародыше. Ряд растений (сахарная свекла, люпин, многолетние бобовые травы) обладают высокой чувствительностью к содержанию магния. При недостатке магния содержание хлорофилла в зеленых частях растения уменьшается,

листья (прежде всего нижние) становятся пятнистыми, "мраморными", бледнеют, а вдоль жилок сохраняется зеленая окраска, затем листья постепенно желтеют, скручиваются с краев и преждевременно опадают. Развитие растений замедляется и ухудшается их рост. [5] Свойства порфиринов: Флуоресцируют, что свидетельствует о фотохимической активности. Обладают способностью к обратимым световым окислительно-восстановительным реакциям

Имеют определенный спектр поглощения. В состав молекулы хлорофилла помимо порфиринового ядра входит еще остаток высокомолекулярного спирта фитола (С20Н39ОН). Фитольный хвост является гидрофобным радикалом, регулирующим положение порфиринового ядра в пространстве. Хлорофиллы делятся на несколько групп, различающихся одним радикалом, входящим в состав ядра: Хлорофилл а - универсальный пигмент растений, встречающийся даже у сине-зеленых водорослей.

Максимум поглощения его лежит в области 660-664 нм. Хлорофилл b- это дополнительный пигмент растений, отличается от первого наличием группы СОН вместо СН3 во втором пирольном кольце. Максимум поглощения в области 645 нм. Хлорофилл с - встречается у бурых и диатомовых водорослей. Хлорофилл d- встречается у красных водорослей, от хлорофилла а отличается наличием карбонильной группы

при С2 -СН=СН2. Максимум поглощения при 686 нм. Все хлорофиллы имеют конъюгированную систему сопряженных связей, и являющейся хромофорной группой, ответственной за поглощение световой энергии. [3] 1.2.2 КАРОТИНОИДЫ Каротиноиды - большая и разнообразная группа жёлтых, оранжевых, красных пигментов, поглощающих коротковолновую часть видимой части спектра и выполняющих ряд очень важных функций в фотосинтезе. По химической природе они представляют собой полиизопреноидную цепь, состоящую из 40 атомов углерода,

которая у большинства каротиноидов замыкается по концам в два ионных кольца. Центральная часть молекулы состоит из 18 атомов углерода. Она представляет собой систему сопряженных связей, которые образуют основную хромофорную группу молекулы пигмента. В зависимости от содержания кислорода в молекуле каротиноида, различают каротины, не содержащие кислорода, и ксантофиллы -содержащие кислород в форме гидрокси-группы или эпокси-группы.

У высших растений главными представителями ксантофиллов являются лютеин, виолаксантин, зеаксантин, неоксантин. Большое разнообразие пигментов в группе каротиноидов в значительной мере связано с наличием разных изомерных форм. Цис- и транс- изомеры с неодинаковым расположением заместителей относительно двойной связи различаются по спектральным и химическим свойствам и имеют разную конфигурацию молекулы: транс-изомеры -линейную, цис-изомеры - изогнутую.

Большая часть каротиноидов ССК представлена транс-конфигурацией. Каротиноиды присутствуют в мембранах всех фотосинтезирующих организмов, где они выполняют ряд важнейших функций в процессе фотосинтеза - антенную, защитную и фотопротекторную. - Антенная функция. Имеет место она в светособирающих комплексах и обусловлена синглетно-возбужденным состоянием каротиноидов. Они характеризуются определенным спектром поглощения в сине-зеленой области

спектра(400-550 нм). Хромофорная группа различных каротиноидов может включать от 9 до 13 двойных связей, что определяет положение максимумов, энергию возбуждения и общий вид спектра поглощения. У большинства каротиноидов спектр поглощения имеет главный максимум и два или более выраженных «плеча», что отражает три колебательных подуровня одного электронного перехода на второй возбужденный уровень (So—► S2). - Защитная функция. Каротиноиды в антенном комплексе и реакционном центре выполняют

защитную функцию, связанную с тушением возбужденных триплетных состояний хлорофилла и синглетного кислорода. - Фотопротекторная функция состоит в защите фотосинтетического аппарата от излишка энергии возбуждения при высокой интенсивности света. Эта функция связана с каротиноидами, образующими «ксантофилловый цикл». Главная роль здесь принадлежит зеаксантину. При низком освещении каротиноиды действуют как светособирающие пигменты, перенося энергию к хлорофиллу. При высокой интенсивности света происходит деэкспоксидация

виолаксантина и система переносит энергию от S]-состояния хлорофилла к зеаксантину с более низко лежащим уровнем S]. Таким образом, образование зеаксантина снижает избыточное поглощение световой энергии антенным хлорофиллом и защищает систему от фотоингибирования.[4] 1.3 ОСОБЕННОСТИ АКВАРИУМНОГО КУЛЬТИВИРОВАНИЯ РАСТЕНИЙ Температура. Поскольку аквариумные растения родом из тропических и субтропических районов, температура имеет для

них очень большое значение. Доказано, что значительный температурный перепад между днем и ночью очень благотворно влияет на рост растений. Большинство аквариумных растений хорошо себя чувствует в пределах 24- 26 градусов. Освещение. В природе растения хорошо приспособлены к естественным условиям освещения. В аквариуме же растения вынуждены довольствоваться искусственным освещением. Используются для этих целей обычно люминисцетные лампы.

У этих ламп высокая светоотдача, а также можно создать любой спектр излучения и любую интенсивность (о свете см. ниже). Грунт. Большинство аквариумных растений болотного происхождения, питательные вещества получают при помощи развитой корневой системы, поэтому состав грунта играет большую роль в жизнедеятельности растений. Важно, чтобы грунт был пористым, для хорошей циркуляции воды и вместе с этим богат питательными веществами. Рекомендуется в качестве удобрения использовать сапропель с луговой землей и голубую глину.

В тоже время такой грунт обязательно необходимо перемешивать во избежание слеживания и слипания. Вода. Для фотосинтеза растений углерод в воде является жизненно важным компонентом. Растения снабжаются им из различных компонентов: СО2, Н2СО3, НСО3, СО3 и тд. питательные вещества в воде берутся главным образом из продуктов жизнедеятельности рыб, также в воду вносят удобрения. Разные растения требуют разные показатели жесткости воды, но жесткость

свыше 15 dGH считается неблагоприятной. Избытки извести многие растения способны выводить в осадок (явление инкрустации) и , иногда, использовать во время фотосинтеза в качестве источника углерода. Значение рН специфично для каждого вида растений и определяет, в каком виде будут находиться химические соединения в воде (например углерод в виде двуокиси или гидрокарбонатов). Циркуляция воды должна осуществляться постоянно, так как верхние слои воды более сильно нагреты и богаты

растворенными газами. Достигается она, как правило, при помощи внутреннего фильтра. Высокое содержание кислорода всегда благотворно действует на все живое и является критерием благополучного содержания аквариума. При бурном росте растений величина насыщения воды О2 может вырасти до 130%. Также О2 способствует более хорошему усвоению питательных веществ и в меньшей степени их выпадение в осадок. [6] 1.4 СВЕТ Солнечный свет является единственным поставщиком энергии

на Землю. Видимый свет является узкой полосой в спектре электромагнитных волн, которые отличаются друг от друга длиной. Свет находится в диапазоне 380-780 нм. Свет, воспринимаемый нами как белый в действительности является смесью цветов с различной длиной волны и располагающихся в ряду, называемом гаммой. Продолжительность солнечного света, то есть относительная продолжительность светового и темнового времени суток, влияет на очень многие биологические процессы

на Земле. С изменением угла падения солнечных лучей меняется спектральный состав света. При низком положении солнца спектр сдвигается в длинноволновую область. Переход света из атмосферы в воду носит название фазовый переход. При этом часть света просто отражается от водной поверхности, отражательная способность воды не одинакова и зависит от целой группы факторов. В аквариумах, если источник света уже заведомо расположен к водному

зеркалу под углом, то в воду лучей попадет крайне мало. Во время фазового перехода свет меняет угол падения. Также, если в воде содержатся взвешенные частицы, то свет может либо поглотиться ими, либо от них отразиться. Поглощается свет и растворенными веществами (гуминовыми кислотами, например). Отражение и поглощение света - это потери, которые вместе обозначаются как световое ослабление.

Длина волны с глубиной меняется. Грубо говоря, свет проникает тем глубже в воду, чем короче длина волны. Измеряют свет несколькими величинами: Яркость света измеряется в свечах (кд). 12 Освещенность измеряется в люксах (лк). Световой поток меряют в люменах (лм) Очень важно обращать внимание на соотношение светового потока и потребляемой из сети мощностью. Это соотношение называется светопередачей (лм/вт).

Очень большое количество энергии тратится на тепло в лампе, поэтому, чем выше световой поток при одинаковой мощности, тем выше светопередача и ниже высвобожденное количество теплоты. Очень удобны в качестве источников освещения люминисцетные лампы. Это трубки, заполненные смесью паров ртути и благородных газов. Ток высокого напряжения, проходя по этой трубке, вызывает образования ультрафиолета, который в свою

очередь, проходя сквозь люминофор, вызывает свечение лампы. Люминофор можно подобрать так, что лампа будет иметь какой-либо определенный спектр свечения. На этом основано производство различных ламп для растений и тд. Этого, безусловно, нельзя добиться от обычных ламп накаливания. Второе преимущество заключается в том, что они экономичнее ламп накаливания в 5 раз, а света при этом

вырабатывают больше.[7] 1.5 ДЕЙСТВИЕ СВЕТА РАЗНОЙ ДЛИНЫ ВОЛНЫ НА РОСТ И РАЗВИТИЕ РАСТЕНИЙ Растения используют свет не только как источник энергии, но и как эффективный регулятор роста и развития. Фотоморфогенез объединяет процессы, которые не зависят от направления и периодичности освещения, а определяются длинной волны и интенсивностью светового потока. Наиболее важную роль при этом играют синяя и красная области спектра.

Поэтому среди пигментов фитоморфогенеза особое значение имеют рецепторы синего и красного света - фитохромы и криптохромы. Надо отметить, что фотоморфогенез не имеет прямой связи с фотосинтезом. 1.5.1 МОРФОГЕНЕТИЧЕСКАЯ РОЛЬ КРАСНОГО СВЕТА Наиболее эффективное действие находится в диапазоне 650-680 нм. Свет действует как сигнал, который переключает программу этиоляции на рост над поверхностью почвы, на свету. В основе реакций фотоморфогенеза лежат взаимные превращения хромопротеина-фитохрома.

Для того чтобы инициировать развитие нормального зеленого растения, необходимо небольшое по времени и мощности световое облучение. Фитохром же играет в процессах вегетативного и репродуктивного развития ведущую роль. Он способен менять максимумы поглощения красного и дальнего красного света. Так как те, в свою очередь имеют разное физиологическое действие: красный свет и дальний красный свет снимают действие друг друга, что было доказано еще в 1952 году

X. Бортвиком и С. Хендриксом с коллегами на опытах с семенами светочувствительных сортов салата (Н. A. Borthwick & S. В. Hendricks, 1952). Они обнаружили, что красный(А-= 660 нм) стимулирует, а дальний красный(Аг=730 нм) подавляет процесс прорастания семян. Так они открыли пигмент, который в 1960 году назвали фитохромом. Основная роль фотопревращений фитохрома заключается в том, что растение получает информацию об изменившихся

условиях освещения и приспосабливаются к ним. Именно фитохром позволяет проростку, пробивающемуся из затененных условий в почве, постепенно готовиться к тем световым условиям, которые его ждут на поверхности. [9] 1.5.2 МОРФОГЕНЕТИЧЕСКАЯ РОЛЬ СИНЕГО СВЕТА В растительных организмах выявлен ряд процессов, которые контролируются исключительно синим светом. К ним относится, например движение устьиц, миграции энергии к реакционным центрам, ранние этапы синтеза хлорофилла и каротиноидов, движение листьев за источником

света, фототаксис хлоропластов. Фоторецепторы, воспринимающие синий свет, назаваются криптохромы. Синий свет регулирует процессы фототропизма, существует несколько рецепторов синего света: криптохром 1, криптохром 2 и фототропин. Последний учавствует только в фототропической реакции, а первые два контролируют процессы роста гипокотиля, инициации цветения, деэтиоляции, суточные ритмы. Изгиб растения в сторону источника в случае освещения его синим светом, объясняется тем, что рост клеток

с освещаемой стороны тормозится в большей степени, чем с затененной. [10] 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ 2.1ОБЪЕКТ ИССЛЕДОВАНИЯ Hygrophila polysperma (Гигрофила многосемянная, или гигрофила индийская). Семейство Acanthaceae (Акантовые). Распространение Индия, Бутан, завезена в Мексику. ' Многолетнее болотное растение со стелющимися или прямостоячими побегами,

подводные 15 - 50 см высотой. Стебель голый, толщиной 1-2 мм. Листорасположение крестовидно-супротивное, листья сидячие или на коротком черешке, длиной до 7 см и шириной 1,5 см, подводные мягкие и светло-зелёные, желтовато-зелёные до коричневатого цвета: надводные жёсткие и нейтрально-зелёного цвета. Верхушка обычно закруглённая, основание суженое. Цветоносы с короткими междоузлиями, нижние листья длиной около 1 см и шириной 0,5 см, опущенные, чем

выше, тем всё меньше. Соцветие длиной 5-10 см, с отдельными, пазушными, очень маленькими цветками; 2 кроющих листа, размером около 5X1 мм, опущенные; 5 чашелистиков, мохнатых, длиной 5-6 мм и менее 0,5 мм шириной. Венчик по длине меньше чашечки, двугубый, белый или блёкло-фиолетовый; верхняя губа 2-нижняя -3-дольная. Имеет 2 тычинки, доходящие до края венчика, 1 пестик.

Семена не обнаружены. Гигрофила многосемянная - непритязательное и рекомендуемое аквариумное растение, которое выдерживает такие условия содержания, при которых многие аквариумные растения гибнут. Оно хорошо растёт в мягкой, но особенно предпочитает жёсткую воду при температуре 22 - 28 градусов С. При интенсивном освещении у растения развиваются мощные верхушки. В слабо освещенных аквариумах можно наблюдать, что хотя растения пока развиваются нормально, но темп

их роста резко замедляется, побеги становятся мельче и поэтому менее декоративны. Грунт для питания растения играет второстепенную роль. Его вполне удовлетворяет промытый песок. Дополнительное насыщение СО2 в целом хотя и поддерживает темп роста в аквариуме, для данного вида не является необходимым. Гигрофилу индийскую высаживают группой на переднем или среднем плане аквариума.

Побеги из-за их быстрого роста необходимо подрезать каждые две-четыре недели. Размножение боковыми побегами. Данный вид гигрофилы особенно подходит в качестве первого растения во вновь оборудуемом аквариуме. Формирование соцветий происходит очень редко у надводных побегов. Гигрофила служит украшением аквариума и субстратом для нереста рыб. Особенно удобна она для нереста рыб, икра и мальки которых содержатся долгое время в темноте (в противоположность

многим другим растениям гигрофила в таких условиях не погибает). Размножается черенкованием стебля. [8] Рис.1. Hygrophila polysperma пo[8] 2.2 ИСПОЛЬЗУЕМЫЕ ЛАМПЫ 1. Тепличная лампа OSRAM, 18W световой поток 40 лк 2. Лампа идеально красного света PHILIPS RED, 18W 3. Лампа идеально синего света RESUN, 20W световой поток 45 лк. Пик излучения ее находится в синей области спектра, что соответствует

длине волны 400 нм. 4. Лампа для морских аквариумов (синяя) MARINE GLO, 20W световой поток 50 лк и длиной волны 450 нм. 2.3 ЗАКЛАДКА ОПЫТА Опыт проводился в аквариуме объемом 140 литров. Аквариум разделен пополам светонепроницаемой перегородкой. В каждом из отсеков стоял внутренний фильтр, расчитаный на объем до 100 литров (марки

ASTRO 500F). Фильтр необходим для перемешивания верхних слоев воды (богатых углекислым газом и кислородом) с нижними, а также для фильтрации воды от взвесей, которые снижают качество воды и могут поглощать часть световых лучей. Наполнитель фильтра менялся каждые десять дней. На дно аквариума был помещен мелкий зернистый грунт, толщиной 5 см под ним слой голубой глины в качестве удобрения. Над левым отсеком висел светильник с лампами синего света, а над правым- с лампами красного.

В каждый из отсеков было посажено по 17 растений примерно одинаковых морфометрических показателей. На стяжки аквариума помещались по 2 контейнера, насыщаемых углекислотой на протяжении всего опыта. От внешних источников света аквариум был огражден картоном, таким образом, что свет в аквариум практически не попадал в течение опыта. Закладка опыта 09.11.05. Опыт ликвидирован 20.02.06. Длительность опыта 3 месяца.

2.4 МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ 2.4.1 СНЯТИЕ МОРФОМЕТРИЧЕСКИХ ПОКАЗАТЕЛЕЙ Для исследований было взято по десять растений из каждого варианта и 5 из контрольных растений. У растений были сняты морфометрические показатели. Линейкой измерялась общая длина побега, суммарная длина корней, и, также, подсчитывалось количество дочерних побегов на растении. Затем на весах, предварительно просушив от лишней влаги, мы взвешивали

сами растения, а после этого мы помещали их в термостат на 30 минут, чтобы померить их сухую массу. 2.4.2 ОПРЕДЕЛЕНИЕ СОДЕРЖАНИЯ ХЛОРОФИЛЛА В ЛИСТЬЯХ Для определения содержания хлорофилла в листьях использовались: этиловый спирт 96%, СаСО3, весы, ножницы, ступка, пестик, стеклянная палочка, мерная колба на 50 мл с пробкой, воронка, фотоэлектрический колориметр, калька, вазелин, салфетка, мелко дробленое стекло, стекловата.

При помощи весов отбирается мелко стриженая листва, массой 500 миллиграммов. Ее помещают в ступку, туда же на кончике ножа привносится карбонат кальция и дробленое стекло. Затем в ступку приливают около 5 миллилитров этилового спирта и энергично начинают растирать. Вскоре в спирт переходят все пигменты, вследствие чего он приобретает зеленую окраску. После этого раствор спирта необходимо отфильтровать через стекловату в заранее приготовленную пробирку.

Процедуру растирания зеленой массы необходимо проводить до тех пор, пока она не обесцветится. Только тогда можно считать, что большая часть пигментов перешла в спиртовой раствор. Затем вытяжку необходимо довести чистым спиртом до 15 миллилитров. Колориметрируют только разбавленные растворы, так как при высокой оптической плотности раствора велика погрешность ФЭКа. После проведения процедуры вытяжки все принадлежности обязательно следует обработать

спиртом, так как на них может оставаться некоторое количество растительных пигментов, а потеря их крайне нежелательна, поскольку конечные результаты будут неточны. Бывает, что фильтрат получился мутным, а такое может произойти, если плохо приготовить фильтр, то необходимо еще раз отфильтровать вытяжку, в противном случае это повлечет за собой очень большой процент погрешности при колориметрировании. Вытяжка и колориметрирование проводят как минимум два раза для всех трех групп

исследуемых растений, и, по калибровочной кривой для хлорофилла (см. прил.) находят концентрацию пигмента (г/л), затем это значение подставляется в формулу: (1) А=(СХ* V)* 1000/Р где А- содержание хлорофилла в мг/г сырой массы; Сх - концентрация хлорофилла, найденная по калибровочному графику; V- объем вытяжки; Р- вес навески в г; 1000- поправка на литры.

2.4.3 РАЗДЕЛЕНИЕ ПИГМЕНТОВ МЕТОДОМ БУМАЖНОЙ ХРОМАТОГРАФИИ Для данного вида исследований нам необходим петролейный эфир, бензол, полоски хроматографической бумаги, чашки Петри, стакан большого объема с крышкой, нагревательный прибор, 96% спирт. Хроматографический метод разделения пигментов был впервые введен русским ученым М. С. Цветом. Заключается он в том, что раствор, содержащий смесь пигментов пропускается через слой

адсорбента. Разные пигменты, обладая неодинаковой растворимостью в данном растворителе и разной адсорбируемостью, передвигаются с неодинаковой скоростью и располагаются на адсорбенте в разных местах. Чем больше растворимость пигмента в данном растворителе и чем хуже он адсорбируется данным адсорбентом, тем быстрее он будет передвигаться и тем дальше будет располагаться зона этого пигмента. Для хроматограммы берется полоска бумаги длиной 10 сантиметров и шириной 4.

На расстоянии 1,5 сантиметра от края простым карандашом отмечается линия старта. Поскольку вытяжки делается две, то их необходимо слить в чашку Петри и перемешать. Затем в нее опускается хроматографическая бумага. Как только раствор добирается до линии старта, бумагу следует вытащить и просушить над плиткой. Делается это осторожно, чтобы не сжечь пигменты, находящиеся на ней.

Для это производятся небольшие маховые движения рукой, в которой находится бумага. Как только бумага просыхает, ее снова опускают в вытяжку. Процедуру проводят 5 раз. В другую чашку Петри наливается спирт, и бумагу опускают теперь в него. При этом вместе с фронтом растворителя подгоняются остатки пигментов к линии старта. Бумага аналогично просушивается над плиткой. Эту процедуру также необходимо провести около пяти раз,

для чтобы как можно больше пигмента подошло к линии старта. Затем хорошо просушенную хроматографическую бумагу опускают в стакан, на дне которого налита смесь бензола и петролейного эфира. Закрытый крышкой стакан оставляют в вытяжном шкафу на 10- 15 минут. При этом происходит «бег» пигментов по хроматографической бумаге. Располагаются они весьма специфическим способом, поэтому это необходимо отметить, а поскольку пигменты

быстро разрушаются на свету, то полученные хроматограммы обязательно надо убрать в темное место, и, в последствие сфотографировать. Для каждой группы исследуемых растений (контроля, росших на синем и на красном свету) делается своя отдельная хроматограмма по известному алгоритму. 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ 3.1 РОСТОВАЯ ФУНКЦИЯ На рис.2 представлены результаты о растениях, выросших на синем и красном свету:

Рис.2 Длина растений По контролю тяжело судить о действии света на ростовую функцию, так как он брался случайным образом из разводни, но вытяжка пигментов из него вполне репрезентативна. Если же сравнивать растения после длительного облучения синим и красным светом, то видно,что растения на красном свету росли лучше, чем на синем, так как красный свет стимулирует ростовые процессы, что было показано многими авторами, в т.ч. Воскресенской.

Также, это было доказано в 1952 году Бортвиком и Хендриксом, было показано наличие в растениях пигмента фитохрома, воспринимающего красный и дальний красный. Было доказано, и на опыте с гигрофилой многосемянной в том числе, что рецепторы синего света- криптохромы, опосредованно вызывают торможение ростовой функции и задержку роста по сравнению с растениями, выросшими на красном свету[13]. Нельзя сказать, что облучение синим светом вредно для растений, энергия его усваивается

вспомогательными пигментами каротиноидами, работающими в коротковолновом диапазоне, а фотосинтез однозначно идет, но об этом будет сказано ниже. 3.2 СЫРАЯ МАССА И СУХОЕ ВЕЩЕСТВО На рис.3 представлены результаты по накоплению массы растениями: «Сырая масса» «Сухая масса» общая корней побег общая корней побег Рис.3 Сырая и сухая массы По-прежнему, мы не берем в расчет контрольные растения, так как морфометрические

показатели с них невозможно снять. А если сравнивать растения, выросшие при различных условиях освещения, то видно, что с красного света по массе они значительно превосходят растения с синего. По видимому, это объясняется тем, что растения на красном свету фотосинтезируют гораздо активнее. Как известно, что фотосинтез идет наиболее эффективно при длинноволновом излучении, хотя некоторыми авторами показано, что при сильно длинноволновом излучении наступает торможение процессов фотосинтеза.

Во время наблюдений и постановки опыта, было подмечено, что углекислый газ проникает в воду быстрее в аквариуме с красным освещением. Происходило это, очевидно, потому, что фотосинтез там шел гораздо интенсивнее, и как результат, большее количество накопленного сухого вещества. Известно также, что растения большей частью состоят из углеводов: это запасные питательные вещества в виде Сахаров и крахмала в том числе, целлюлозные клеточные стенки, механические элементы и проводящие

ткани. Из литературы известно, что фотосинтезе на красном свету идет преимущественно синтез Сахаров, а на синем - более высокомолекулярных веществ типа белков [14]. К тому же, каротиноиды способны поглощать меньше энергии, чем неработающие при синем свете хлорофиллы, так как они менее эффективно работают и несут лишь вспомогательные функции. Таким образом, видно, что растения более эффективно накапливают массу, если они облучаются красным

светом, при большом количестве синего света, они сильно отстают в накоплении массы из-за низкой продуктивности фотосинтеза. Из литературы известны данные, не согласующиеся с нашими результатами. В опытах с проростками яровой пшеницы [16] было показано, что фотосинтез идет интенсивнее при синем свете. Рис.4 Интенсивность фотосинтеза проростков яровой пшеницы в различных световых условиях по [16] Отсюда можно сделать вывод, что процесс фотосинтеза идет у растений по разному, и процесс накопления

биомассы у одних растений приурочен к пику в красной области спектра, а у других к пику в синей. Вероятно, что различие это может проявляться в связи со средой обитания - водные растения имеют абсолютно другие приспособления к освещенности, нежели сухопутные, так как и свет ведет себя в водной среде несколько иначе, чем в наземно-воздушной. 3.3 ПИГМЕНТЫ По калибровочной кривой для фотоэлектроколориметра мы находили массу хлорофилла в литре вытяжки из опытных растений и контроля, а затем, применив формулу (1) высчитывали

его массу в грамме сырой массы. У нас получились следующие результаты: 1. Для растений на красном свету: 1,687 мг/г сырой массы 2. Для растений на синем свету: 1,869 мг/г сырой массы 3. Для растений-контроля: 1,517 мг/г сырой массы Сравнительно это можно выразить на рис5: Рис.5 Количество хлорофилла в грамме сырой массы листьев

Из рис.5 видно, что хлорофилла больше всего содержится в растениях, выросших на синем свету. Синий свет имеет исключительно важное значение в жизнедеятельности растений: во-первых, синий свет инициирует начальные стадии биосинтеза хлорофилла, а поскольку растения не испытывали недостатка в синем свете в данном варианте под лампами с длинноволновым излучением, то хлорофилла в них синтезировано было больше; во-вторых, хлорофилл входит в состав пигмент-белковых комплексов тилакоидов, а белки активно

синтезируются под влиянием синего света; в третьих, поскольку в результате поглощения растениями квантов синего света, которые для растений несут самый большой запас энергии, требуется очень большое количество пигментов. Как известно, передача энергии возбуждения идет от каротиноидов к хлорофиллам b и а. На полученных нами хроматограммах было видно, что у этих растений действительно гораздо больше пигментов, чем у остальных двух категорий растений. У контрольных растений содержание пигментов ниже, чем в двух

других вариантах. Это произошло потому, что условия их освещения были самыми мягкими - пики в обеих областях спектра, так что им было обеспечено необходимое количество и синих и красных лучей, и им не пришлось приспосабливаться к агрессивным условиям освещенности. У растений, выросших на красном свете также было выше содержание пигментов по сравнению с контрольными растениями. Возможно, им это было необходимо для наилучшего усвоения той энергии, которая доставлялась

с красными лучами спектра. выводы 1. Нами была совершена закладка опыта в объеме 140 литров с перегородкой посередине, где в каждый отсек было посажено из аквариума разводни (откуда в последствии брался контроль) по 17 примерно одинаковых экземпляров растения гигрофилы многосемянной {Hygrophila polysperma) под лампы синего и красного света. 2. Выявлено, что Hygrophila polysperma, выращенная при красном свете, имела более длинный побег (см. прил.1,2) в среднем на 35см, чем растения с синего, выявлено также повышение

сырой и сухой массы растений с красного света по сравнению с растениями, росшими при синем освещении. 3. Установлено, что содержание пигментов выше у растений, росших на синем свету по сравнению с растениями на красном и контролем. 4. Показано, что адаптации Hygrophila polysperma к различным спектрам света протекает различными путями. ПРИЛОЖЕНИЯ Растения, выросшие на красном свету ДЛИНА (см)

КОЛ-ВО ДЕТОК № стебель корни (сумм) 1 31 48,5 1 2 19,8 12 0 3 38 154,2 2 4 46 172 3 5 69 170 3 6 40 92 1 7 40 54 2 8 35 10 3 9 42 120 5 10 47 200 2 ср. 40,78 103,27 2,2 Растения, выросшие на синем свету ДЛИНА (см) КОЛ-ВО ДЕТОК № стебель корни(сумм) 1 58 100 7 2 30 40 3 3 21 18 1 4 53 150 4 5 34 50 3 6 34 80 5 7 39 40 2 8 45 64 3 9 20 21 0 10 35 123 1 ср. 39,6 68,6 2,9 Приложение 1 Приложение 2 Растения контроль Приложение 3 ДЛИНА (см) КОЛ-ВО ДЕТОК № стебель корни(сумм) 1 28 100 3 2 18 42 0 3 26 50 2 4 20 84 2 5 12 23 0

ср_ 20,8 59,8 1,4 Масса растений Приложение 4 красный свет "сырая масса", г "сухая масса", г полная корней стеблей с листьями полная корней стеблей с листьями 27,17 3,64 23,53 2 18 0,33 1 ,85 синий свет "сырая масса", г "сухая масса", г полная корней стеблей с листьями полная корней стеблей с листьями 16,3 2,38 13,92 1 58 0,23 1 ,35 контроль "сырая масса", г "сухая масса", г полная корней стеблей с листьями полная корней стеблей с листьями 7,73 0.78J 6,59 0 48 0, 1 0 38

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ 1. Титова О.В. физиология высших водных растений/ О.В. Титова. — Ярославль: Изд-во ЯрГу, 1984 75 с. 2. П. В. Скотт. Аквариумный справочник/ П. В. Скотт. — Моск. обл. : Астрель , 1996 191 с, ил. 3. Кочубей СМ. Организация фотосинтетического аппарата высших растений/

СМ. Кочубей Киев: Альтерпрес, 2001 4. Владимиров Ю.А Потапенко А.Я. Физико-химические основы фотобиологических процессов/ Ю.А. Владимиров, А.Я. Потапенко - М.: Высшая школа, 1989. 5. URL: http//www. alta-plus.ru 6. Кассельман К. Атлас аквариумных растений. 1000 видов и форм/ К.

Кассельман М.: Аквариум ЛТД, 2001- 376 с, ил. 7. Сандер М. Техническое оснащение аквариума/ М. Сандер М.: Астрель, 2002 256 с. ил. 8. URL: http://www.zooprice.ru/articles/aqua/ 9. Маракаев О. А. Экологическая физиология растений: фотосинтез и свет: Текст лекций / О. А. Маракаев; Яросл. гос. ун-т. —

Ярославль: ЯрГУ, 2005. -95 с. 10. Гэлстон А. Жизнь зеленого растения/ А. Гэлстон, П. Девис, Р. Сэттэр. - М.: Мир, 1983 552 с С 355-356 П.Карначук Р. А. Гормональный балланс листа растений на свету разного спектрального состава./ Р. А. Карначук, В.А. Негрецкий, И. Ф. Толовацкая Физиология расстений 1990. Т. 37 С. 527- 534 12.Тарчевский

И. А. Сигнальные системы клеток растений/ И. А. Тарчевский М.: Наука, 2002 13.Волотовский И. Д. Фитохром - регуляторный фоторецептор растений/ И. Д. Волотовский. -Минск: Наука и техника, 1992 167 с. 14.Воскресенская Н. П. Фотосинтез и спектральный состав света/ Н. П. Воскресенская М.: Наука, 1965 311с. 15. Конев

С. В Волотовский И. Д. Фотобиология/ С. В. Конев, И. Д. Волотовский. —Минск.: Изд-во БГУ, 1979 383 с. 16.Якушенкова Т.П. Свет различного спектрального состава и резистентность проростков яровой пшеницы при действии супероптимальной температуры/ Т.П. Якушенкова, Н.Л. Лосева, А.Ю. Алябьев Вестник башкирского университета. 2001. -№ 2-С. 94-96.